摘要:网格蛋白是一种分布广泛的笼形蛋白,其介导的内吞作用在多细胞与单细胞生物中具有至关重要的作用。网格蛋白的内吞作用机制主要是包裹货物的囊泡的形成、断裂与回收等阶段。在目前的研究中发现,节肢动物体内营养物质的吸收、dsRNA的干扰、病毒的传播等生理过程均是通过该蛋白内吞作用进行的。本文主要就网格蛋白介导的内吞作用在节肢动物的研究进展予以介绍。
关键词:网格蛋白; 内吞作用; 节肢动物;
ADVANCES IN RESEARCH ON CLATHRIN OF ARTHROPODS
Kuang Ce-yan Zhou Rong-qiong Zhou Jin-lin
College of Animal Science, Southwest University Shanghai Institute of Veterinary Medicine,CAAS
Abstract:
Clathrin is a widely distributed protein whose mediated endocytosis plays a crucial role in multicellular and unicellular organisms. The endocytosis mechanism of clathrin is mainly the stage of formation, fragmentation and recovery of vesicles enveloping goods. In the current research, it was found that physiological processes such as absorption of nutrients, interference of dsRNA, and transmission of viruses in arthropods were carried out by this action. This article mainly introduces the research progress of clathrin-mediated endocytosis in arthropods.
Keyword:
Clathrin; endocytosis; arthropod;
1 网格蛋白
发现网格蛋白至今已有40余年,人们对于该蛋白的形态、结构与功能一直在进行不断地探索。研究表明网格蛋白分布广泛,存在于多种生物中,为一种笼形结构蛋白,分子大小在180 kDa左右,在生物体内主要具有介导营养物质、病毒、细菌等进入生物体内的功能。
1.1网格蛋白的发现
1975年,Barbara Pearse[1] 无意间在显微镜下观察到了西红柿切片样的结构,经过与同事的分析与讨论,他们认为该结构与5年前Toku Kanaseki和Ken Kadota[2] 在论文中所描述的“形似篮子的水泡样结构”相似,随后她对涂层囊泡纯化并进行SDS-PAGE分析,证明该分子为大小约180 kDa的单一蛋白质,同年她将自己的研究结果撰写成论文并发表。她所发现的这个分子就是我们现在所熟知的网格蛋白(Clathrin)[1]。
1.2网格蛋白的结构
对于网格蛋白涂层囊泡的结构研究可以追溯到1964年,Tom Roth和Keith Porter[3]在观察蚊子卵母细胞摄取卵黄蛋白的过程中发现了涂层囊泡,他们将网格蛋白的结构当作是由自然排斥力产生,而非机械作用。直至Kanaseki 和Kadota[2] 在观察分离的涂层囊泡后,将其描述为一种由六边形转为五边形的球体。1976年,Pearse[4]与其他科学家合作,对网格蛋白涂层囊泡进行了高纯度的分析纯化,发现网格蛋白为12个五边形和若干六边形组成的笼形。1980年,John Heuser[5]首次在电镜下看到了网格蛋白为六边形组成的球形。1979年,Jim Keen[6,7]通过分离提取网格蛋白,发现其中不仅含有高分子低聚物,还存在另一种较低分子量的蛋白质,随后经过研究发现,低分子量蛋白的功能可能为辅助高分子量蛋白组装,随后他将低分子量蛋白命名为“组装多肽”或“APs(衔接蛋白)”,随着科学家们对网格蛋白结构的深入研究,网格蛋白由轻链和重链形成的三足结构也在1981年被揭示[8]。
1.3网格蛋白的功能
在随后的几十年中,科研工作者对网格蛋白的功能研究进行了不断地探索,其中最为人们熟知的是网格蛋白介导的内吞作用。由于网格蛋白结构非常保守,在多细胞生物体内如果发生变异,对多细胞生物都具有非常大的影响,甚至是致命的。在不同生物体内,网格蛋白形成的囊泡大小不同,在多细胞生物中网格蛋白主要参与内吞作用,而该功能对于单细胞生物中可能并不是必需的。网格蛋白介导的内吞作用是货物借助网格蛋白外壳包裹入囊泡中的入胞方式,是蛋白质-蛋白质和蛋白质-脂质相互作用的高度协调的级联,它在高等真核生物中具有神经传递、信号转导和许多质膜活性调节等功能[9]。
2 网格蛋白的内吞机制
网格蛋白的内吞机制主要依赖于包裹货物的囊泡的形成、断裂与回收。囊泡形成的形态学阶段是通过各种蛋白质复合物的形成来反应的。通过对超微结构和细胞生物学的观察,我们可以将其大致分为五个阶段:起始、货物选择、涂层组装、断裂和脱壳,这些过程中不同的生物体也有一定的差异。
2.1起始
形态学观察显示,在起始阶段,网格蛋白囊泡形成凹坑的膜内陷。参与该阶段蛋白复合物包括FCH结构域(FCHO)蛋白、EGFR途径底物15(Eps15)和交叉蛋白[9,10],这个蛋白复合物聚集在网格蛋白囊泡形成的凹坑内,在Eps15上具有多个衔接蛋白-2(AP2)的结合位点,可以招募货物选择阶段中的核心蛋白AP2,从而与网格蛋白进行衔接。
2.2货物选择
在网格蛋白介导的内吞途径中,囊泡内除网格蛋白以外,最丰富的蛋白是AP2,该蛋白能特异性的作用于质膜[10],通过μ亚基和σ亚基直接与跨膜受体的细胞质尾部中的序列相互作用,并使用其附属的结构域间接连接货物与衔接蛋白[11];AP2可以结合网格蛋白和多种辅助蛋白,从而与货物各自特异性衔接蛋白一起介导货物的选择。在网格蛋白包被的凹坑中,它起到了与其他蛋白互作的核心作用,也在质膜上囊泡的形成中起到关键作用[12,13]。研究表明,参与该阶段还有装配蛋白-180(AP180),其N-端同源结构域也可以与其他蛋白相互作用[14],不仅参与调控囊泡中网格蛋白的高效组装,而且对于囊泡蛋白质的回收也十分重要。但FCHO蛋白同样也具有与配体结合的结构域,所以货物具体选择的时间可能发生的更早。
2.3网格蛋白涂层组装
由于货物、AP2或货物特定的衔接蛋白选择和结合后是裸露的,因此需要组装网格蛋白外壳,货物才可以由囊泡包裹进入细胞中。网格蛋白的聚合使膜的弯曲会导致涂层凹坑内陷。网格蛋白由AP2蛋白聚集后,其三足结构从细胞质中汇集到细胞膜上,在合适的位点与组织形成包裹货物的囊泡凹坑。在这一阶段,有许多蛋白附着在囊泡的边缘,对囊泡的弯曲与稳定起到一定的作用,例如起始阶段的Eps15和Epsin[15];另一些衔接蛋白,如AP2,AP180和Epsin与网格蛋白一起互相作用,形成柔性区域从而使质膜变形。
2.4囊泡断裂
网格蛋白在形成凹坑以后,BAR结构域的蛋白质将募集发动蛋白(Dynamin)。Dynamin是一种机械化学酶,在该阶段的网格蛋白包被囊泡出芽过程中起决定性作用[16]。另一方面,囊泡断裂是一个GTP-依赖的构象变化过程。Dynamin经历GTP水解后发生了构象的改变,可能有助于Dynamin介导囊泡断裂[17]。
2.5脱壳与网格蛋白的回收
网格蛋白外壳主要是通过热休克同源物70(HSC70)及其辅助因子,辅助蛋白(Auxili)或非神经元组织中的细胞周期蛋白G相关激酶(GAK)等相互作用,将其形成的网格蛋白晶格排列结构分解为其基础的三足结构[9,18]。游离和未被网格蛋白包裹的囊泡将进入至靶内体中并与其融合。网格蛋白的三足结构在网格蛋白囊泡出芽后,募集Auxili,再由Auxili募集HSC70以获得最大解体[19,20],脱壳以后,网格蛋白将释放至细胞质中,待下一轮网格蛋白囊泡形成过程中被重新使用。
3 网格蛋白的内吞作用在节肢动物中的研究
虽然研究人员在许多生物中对网格蛋白的形态、功能、作用机制都进行了探索,但在节肢动物中的研究并不是十分深入。众所周知,节肢动物在自然界中作为许多病原体的载体具有一定的特殊性。目前对于网格蛋白在节肢动物中的研究仅存在个别亚门。在节肢动物中,除了对网格蛋白介导的内吞机制的研究以外;有很多研究发现病原体或者其他物质能够通过网格蛋白介导的内吞作用进入节肢动物。
3.1昆虫纲
3.1.1果蝇
在对果蝇网格蛋白介导的内吞作用的研究中,研究人员不仅对网格蛋白在果蝇体内作用进行了观察与验证,而且通过许多试验发现了这一作用涉及到的相关蛋白以及这些蛋白与网格蛋白的关系。
网格蛋白在果蝇的生殖和产卵中具有至关重要的作用。1993年,Bazine等[21]对果蝇中的网格蛋白重链进行了克隆,他们发现其与哺乳动物及酵母的同源性高达80%,且该基因位于X染色体上,在精子的发生中具有特殊的作用,结合之前对于卵黄蛋白的分析,他们认为网格蛋白在对正常分子的内化、分选、加工、分泌以及特定细胞类型中的分化、运输及发育具有至关重要的作用。2009年,Wingen等[22]通过免疫荧光的方法清晰的观察到了网格蛋白重链在果蝇幼虫与胚胎中的表达,且通过共标记的方法发现其与反式高尔基体网络部分接触,并与早期内吞作用的标记物共定位。2014年,Jha和M. Traub[23]观察到在黑腹果蝇卵室内卵黄发生过程中通过网格蛋白介导的内吞积累卵黄,可溶性分子被吸收到卵黄发生的果蝇卵室中的现象。
果蝇作为模式生物,在果蝇中网格蛋白介导的内吞作用机制同样引发了研究人员的兴趣。在哺乳动物参与网格蛋白介导内吞途径中的分子,如衔接蛋白、Dynamin、HSC70、Auxili等在果蝇中均有报道且具有一定的生物功能。Burgess等[24]发现,衔接蛋白-1(AP-1)和网格蛋白对果蝇的分泌颗粒的生物发生十分重要,而分泌颗粒是调节激素,消化酶和其他生物活性分子的分泌所必需的;另一种衔接蛋白GGA在高尔基体和内吞途径之间的许多生物学上重要跨膜蛋白的细胞内分选中起作用,Hirst等[25]报道GGA在果蝇的头部和睾丸中高度表达,且对GGA进行了干扰以后并未对其精子发生造成影响,可能是由于GGA与AP-1作用相似,所以在果蝇体内替代了GGA的功能;Liu等[26]研究卵黄蛋白进入卵母细胞的过程中发现,果蝇卵母细胞中有效的内吞摄取和成熟需要Dynamitin/p50,卵黄蛋白只有通过内吞途径被贩运,并储存在浓缩的蛋黄颗粒中,才能用作发育中胚胎的食物来源;Chang等[27]表明在Hsc70突变后,网格蛋白脱壳活性降低,很可能抑制了网格蛋白囊泡的脱壳,对网格蛋白介导的内吞作用有一定的影响;zhou等[28]研究表明Auxilin是Hsc70的辅助蛋白,是网格蛋白的调节因子,与网格蛋白和Hsc70一样,在果蝇精子发生的过程中具有重要作用,它参与网格蛋白囊泡的构成,以产生足够的质膜用于精子细胞形态发生;Auxilin还参与精子的发生,雄性不育可能是由于其辅助作用缺失造成的。
3.1.2家蚕
有研究表明,家蚕中肠对蛋白质的吸收是依赖网格蛋白介导的内吞作用。Casartelli等[29]利用共聚焦激光扫描显微镜观察到家蚕幼虫中肠的培养物中的柱状细胞负责异硫氰酸荧光素(FITC)-白蛋白内化的机制。巨蛋白在许多哺乳动物的上皮细胞中的功能是摄取各种分子,包括白蛋白。巨蛋白受体需要Ca2+进行白蛋白内化,并被庆大霉素抑制。使用抗巨蛋白一抗的Western blot分析和共定位实验发现,网格蛋白和白蛋白在顶端质膜的微生物区域中共定位。使用标记的白蛋白摄取作为增加的蛋白质浓度的函数显示饱和动力学,其米氏常数值为2.0±0.6μmol/L。这些数据与受体介导的内吞作用的发生相容,且使用内吞抑制剂后,摄取的白蛋白的速率显著降低。以上结果均表明,FITC-白蛋白内化是网格蛋白介导的。
另外,MinFeng等[30]发现,家蚕核多角体病毒(BmNPV)的芽生病毒(BV)通过低pH依赖性内吞作用途径进入BmN细胞。经抑制测定、透射电子显微镜(TEM)分析和小干扰RNA(siRNA)敲低测定揭示BV进入BmN细胞是由网格蛋白依赖性内吞作用介导的。此外,通过siRNA抑制Rab5,Rab7或Rab11证明BV需要早期和晚期内体体用于BmN细胞感染的内吞作用。
3.1.3甲虫
甲虫中网格蛋白介导的内吞作用主要是针对dsRNA的研究展开的。Da Xiao 等[31]通过注射赤拟谷盗(Tribolium castaneum)中的标记基因(幼虫巨大致死基因,TcLgl)的dsRNA,并使用不同内吞途径的药理学抑制剂与RNAi结合,证明了网格蛋白依赖性内吞作用的两种抑制剂(氯丙嗪和巴弗洛霉素-A1)可以显著减少TcLg1的RNAi,且通过RNAi在网格蛋白依赖性内吞作用中的相关蛋白(TcRab7)可显著损害TcLg1的RNAi。这些结果论证了网格蛋白依赖性内吞作用是T. castaneum中细胞摄取dsRNA的主要机制。
3.1.4伊蚊
20世纪90年代,研究人员对伊蚊中的网格蛋白的分子结构和生物化学进行了研究,证明了在蚊子中有网格蛋白的存在[32],并对网格蛋白进行了克隆,分析发现伊蚊中的网格蛋白与哺乳动物之间的同源性要高于线虫,并推测这可能是由于高等生物之间,网格蛋白介导的内吞作用具有相似性而导致的[9]。
1997年,Kokoza等[33]在对伊蚊卵黄发生的研究中发现,网格蛋白在卵母细胞中高度表达,参与了卵黄发生和卵黄蛋白原的产生,且网格蛋白在伊蚊卵母细胞中持久且稳定的表达很可能是为其产卵做准备:伊蚊吸血后,卵巢中网格蛋白的表达量逐渐升高,卵巢中的成分通过大量的内吞作用吸收营养以维持卵泡的发育。
网格蛋白不仅能够对伊蚊的发育和产卵有一定的影响,而且可以通过内吞作用作为载体传播病毒。2008年,Acosta等[34]使用生物化学和分子抑制剂,通过共聚焦和电子显微镜观察登革病毒2(DENV-2)进入伊蚊的C3 /C6细胞,这是科学家们首次观察到,在酸性环境中DENV-2通过受体介导的网格蛋白依赖性内吞作用进入昆虫细胞,这样的现象证明了黄病毒在昆虫细胞培养物中的进入模式,也代表了昆虫作为载体在自然界中的进入途径。同年,Mosso等[35]使用DIL标记的病毒粒子和实时成像的方法再次证明了Acosta的观点,并且证实了Acosta提出来的登革热病毒不需要从早期到晚期内体转运。他们通过分析发现,病毒通过内吞囊泡进入细胞仅依赖于渗透压,而恰好是这样的方式可以降低免疫监测的风险,且酸性环境更有利于病毒膜的融合;2013年,科研人员又用伊蚊的C3 /C6细胞对伊蚊传播基孔肯雅病毒(CHIKV),他们通过投射电镜观察到,在质膜内陷中存在CHIKV颗粒,类似于网格蛋白包被的凹坑。参与CHIKV内吞运输过程的囊泡的现象揭示了病毒颗粒易位至早期内体,随后转移至晚期内体和溶酶体,他们首次揭示了CHIKV进入蚊子细胞的感染性进入是由网格蛋白依赖的内吞途径介导的[36]。
近几年,人们在研究中发现,网格蛋白介导的内吞作用还会对细菌的毒素有一定的作用。内吞作用是昆虫细胞用来应对成孔毒素的一般机制,这种一般的内吞机制是由网格蛋白和flotillin介导的[37]。
3.1.5虾
网格蛋白介导的内吞作用可能是中小型病毒内吞作用的最常见机制[38]。无独有偶,在针对虾的研究中,研究人员同样发现了病毒能够由网格蛋白介导的内吞作用进入其体内。2013年Jatuyosporn [39]在对黑虎虾斑节对虾的研究中发现,能够感染对黑虎虾斑节对虾的黄头病毒(YHV)是通过网格蛋白介导的内吞途径进入的,且内吞作用参与斑节对虾中YHV的繁殖。网格蛋白外壳AP17基因的敲低后使YHV复制性显著降低32倍。使用网格蛋白介导的内吞途径的抑制剂--氯丙嗪预处理的虾,它们表现出显著低水平的YHV感染。
另外,白斑综合征病毒同样是以网格蛋白依赖性方式进入日本对虾(Marsupenaeus japonicus)的血细胞中的。Yang等[38]首次发现在日本对虾的C类清道夫受体(SRCs)寡聚化后,其细胞内结构域募集并结合日本对虾的β-抑制蛋2,其以网格蛋白依赖性方式启动血细胞对白斑综合征病毒的吞噬作用。该病毒最终在血细胞吞噬溶酶体中降解,这有效地限制了虾中的病毒感染,还有研究证明了罗氏沼虾诺达病毒颗粒的内化由细胞膜穴样内陷和网格蛋白介导的内吞作用促进。
3.1.6蚜虫
昆虫不仅能够传播动物病原体,还可以做为植物病原体的携带者,对经济作物造成严重的影响。蚜虫(Hemiptera,Aphididae)是传播植物病毒的重要载体。Brault等[40]运用透射电子显微镜(TEM)观察黄体病毒在蚜虫体内的转运。内吞作用机制似乎依赖于网格蛋白介导的进入过程,并且在各种囊泡结构中的蚜虫肠道细胞中观察到病毒粒子。在从肠细胞胞吐后,病毒体在蚜虫的体腔中释放,在体腔中与共生蛋白(一种内共生蛋白)结合。
3.1.7虱
虱作为植物病毒的传播媒介,植物病毒在虱中的转运作用也进行了研究。在对虱的番茄黄叶卷曲病毒(TYLCV)的研究中,之前有研究人员观察到在粉虱的中肠细胞中,可以在囊泡样结构中检测到TYLCV,且其存在于中肠的上皮细胞中。Pan等[41]人通过饲喂抑制剂,抗体阻断和dsRNA沉默抑制网格蛋白介导的内吞作用和内体网络,鉴定网格蛋白在该过程中的参与,表明TYLCV可以通过网格蛋白依赖途径内化到中肠细胞中,并且内体系统可能在穿过粉虱中肠的病毒转运中起重要作用。这些结果表明,膜状囊泡被生物病毒募集进入载体中肠细胞。Xia等[42]通过使用RNAi和抑制剂破坏囊泡运输,证明了囊泡运输的早期对于粉虱中肠中TYLCV的胞内转运十分重要。且与许多动物病毒不同,TYCLV以回收内体,晚期内体,溶酶体,高尔基体和内质网等方式在细胞内单独存在并被囊泡运输。
3.2蛛形纲
3.2.1螨
2014年,Wu等[43]对螨的网格蛋白dsRNA进行了研究,发现网格蛋白对西方忙走螨的生殖、产卵有很大的影响。他们以饲喂方式处理螨的网格蛋白的dsRNA,严重影响了其产卵率和孵化率。另外饲喂网格蛋白的dsRNA后影响了螨全身RNAi反应,且总mRNA的表达量都发生了明显的下降。结果表明在螨中网格蛋白基因敲除可能具有广谱效应,且影响了螨中其他基因的转录调控。
3.2.2蜱
近年来,外泌体成为研究热点,研究发现外泌体介导的病毒传播依赖于网格蛋白。2018年,Zhou等[44]对蜱传兰加特病毒(LGTV)的外泌体进行研究,他们用网格蛋白特异性抑制剂(Pitstop-2)处理N2a细胞,并用LGTV感染的N2a细胞的外泌体再感染Pitstop-2处理后的细胞,发现相较于以DMSO处理的对照组相比,Pitstop-2处理的细胞中LGTV的产生显著减少。这些结果表明外泌体介导的LGTV向细胞的传递是由网格蛋白依赖性内吞作用介导的。
4 讨论
网格蛋白介导的内吞作用在节肢动物中的研究非常广泛,不仅对节肢动物的生殖和发育具有很重要的作用,而且在营养物质的吸收、dsRNA的干扰、病毒的传播中也是非常关键的。节肢动物作为传播病毒的媒介昆虫,研究其内吞作用在控制疾病传播的方面具有十分重要的意义。
目前在节肢动物的机制研究方面,仅在果蝇网格蛋白介导的内吞作用中的相关蛋白进行了鉴定,在节肢动物中并没有完整的报道以论证该通路在节肢动物的具体作用;且在节肢动物的研究中更侧重于病毒的作用机制,对节肢动物本身营养物质的吸收研究较少。在对哺乳动物的研究中,网格蛋白对纺锤体的形成具有重要作用,但目前在节肢动物中并没有相关报道。未来,在网格蛋白介导的内吞作用研究中可以构建内吞作用网络,以从整体角度观察其机制及其对节肢动物的其他方面的影响。
参考文献
[1] Pearse B M, Coated vesicles from pig brain: purification and biochemical characterization[J]. J Mol Biol, 1975. 97(1): 93-8.
[2] Kanaseki T,Kadota K, The "vesicle in a basket". A morphological study of the coated vesicle isolated from the nerve endings of the guinea pig brain, with special reference to the mechanism of membrane movements[J]. J Cell Biol, 1969. 42(1): 202-20.
[3] Roth T F,Porter K R, Yolk Protein Uptake In the Oocyte Of the Mosquito Aedes Aegypti. L[J]. J Cell Biol, 1964. 20: 313-32.
[4] Crowther R A,Finch J T,Pearse B M, On the structure of coated vesicles[J]. J Mol Biol, 1976. 103(4): 785-98.
[5] Heuser J, Three-dimensional visualization of coated vesicle formation in fibroblasts[J]. J Cell Biol, 1980. 84(3): 560-83.
[6] Keen J H,Willingham M C,Pastan I H, Clathrin-coated vesicles: isolation, dissociation and factor-dependent reassociation of clathrin baskets[J]. Cell, 1979. 16(2): 303-12.
[7] Zaremba S,Keen J H, Assembly polypeptides from coated vesicles mediate reassembly of unique clathrin coats[J]. J Cell Biol, 1983. 97(5 Pt 1): 1339-47.
[8] Crowther R A,Pearse B M, Assembly and packing of clathrin into coats[J]. J Cell Biol, 1981. 91(3 Pt 1): 790-7.
[9] McMahon H T,Boucrot E, Molecular mechanism and physiological functions of clathrin-mediated endocytosis[J]. Nat Rev Mol Cell Biol, 2011. 12(8): 517-33.
[10] Robinson M S, Forty Years of Clathrin-coated Vesicles[J]. Traffic, 2015. 16(12): 1210-38.
[11] Chen Y T,Tai C Y, mu2-Dependent endocytosis of N-cadherin is regulated by beta-catenin to facilitate neurite outgrowth[J]. Traffic, 2017. 18(5): 287-303.
[12] Kural C,Akatay A A,Gaudin R,et al., Asymmetric formation of coated pits on dorsal and ventral surfaces at the leading edges of motile cells and on protrusions of immobile cells[J]. Mol Biol Cell, 2015. 26(11): 2044-53.
[13] Boucrot E,Saffarian S,Zhang R,et al., Roles of AP-2 in clathrin-mediated endocytosis[J]. PLoS One, 2010. 5(5): e10597.
[14] Ford M G,Pearse B M,Higgins M K,et al., Simultaneous binding of PtdIns(4,5)P2 and clathrin by AP180 in the nucleation of clathrin lattices on membranes[J]. Science, 2001. 291(5506): 1051-5.
[15] Wang L,Johnson A,Hanna M,et al., Eps15 membrane-binding and -bending activity acts redundantly with Fcho1 during clathrin-mediated endocytosis[J]. Mol Biol Cell, 2016. 27(17): 2675-87.
[16] Kasprowicz J,Kuenen S,Swerts J,et al., Dynamin photoinactivation blocks Clathrin and alpha-adaptin recruitment and induces bulk membrane retrieval[J]. Journal Of Cell Biology, 2014. 204(7): 1141-1156.
[17] Antonny B,Burd C,De Camilli P,et al., Membrane fission by dynamin: what we know and what we need to know[J]. EMBO J, 2016. 35(21): 2270-2284.
[18] Ramanan V,Agrawal N J,Liu J,et al., Systems biology and physical biology of clathrin-mediated endocytosis[J]. Integr Biol (Camb), 2011. 3(8): 803-15.
[19] Taylor M J,Perrais D,Merrifield C J, A high precision survey of the molecular dynamics of mammalian clathrin-mediated endocytosis[J]. PLoS Biol, 2011. 9(3): e1000604.
[20] Xing Y,Bocking T,Wolf M,et al., Structure of clathrin coat with bound Hsc70 and auxilin: mechanism of Hsc70-facilitated disassembly[J]. EMBO J, 2010. 29(3): 655-65.
[21] Bazinet C,Katzen A L,Morgan M,et al., The Drosophila clathrin heavy chain gene: clathrin function is essential in a multicellular organism[J]. Genetics, 1993. 134(4): 1119-34.
[22] Wingen C,Stumpges B,Hoch M,et al., Expression and localization of clathrin heavy chain in Drosophila melanogaster[J]. Gene Expr Patterns, 2009. 9(7): 549-54.
[23] Jha A,Traub L M, Visualization of clathrin-mediated endocytosis in live Drosophila egg chambers[J]. Methods Mol Biol, 2014. 1174: 349-60.
[24] Burgess J,Jauregui M,Tan J,et al., AP-1 and clathrin are essential for secretory granule biogenesis in Drosophila[J]. Mol Biol Cell, 2011. 22(12): 2094-105.
[25] Hirst J,Carmichael J, A potential role for the clathrin adaptor GGA in Drosophila spermatogenesis[J]. BMC Cell Biol, 2011. 12: 22.
[26] Liu G,Sanghavi P,Bollinger K E,et al., Efficient Endocytic Uptake and Maturation in Drosophila Oocytes Requires Dynamitin/p50[J]. Genetics, 2015. 201(2): 631-49.
[27] Chang H C,Newmyer S L,Hull M J,et al., Hsc70 is required for endocytosis and clathrin function in Drosophila[J]. J Cell Biol, 2002. 159(3): 477-87.
[28] Zhou X,Fabian L,Bayraktar J L,et al., Auxilin is required for formation of Golgi-derived clathrin-coated vesicles during Drosophila spermatogenesis[J]. Development, 2011. 138(6): 1111-20.
[29] Casartelli M,Cermenati G,Rodighiero S,et al., A megalin-like receptor is involved in protein endocytosis in the midgut of an insect (Bombyx mori, Lepidoptera)[J]. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol, 2008. 295(4): R1290-300.
[30] Feng M,Zhang J,Xu W,et al., Bombyx mori nucleopolyhedrovirus utilizes a clathrin and dynamin dependent endocytosis entry pathway into BmN cells[J]. Virus Res, 2018. 253: 12-19.
[31] Xiao D,Gao X,Xu J,et al., Clathrin-dependent endocytosis plays a predominant role in cellular uptake of double-stranded RNA in the red flour beetle[J]. Insect Biochem Mol Biol, 2015. 60: 68-77.
[32] Kirchhausen T,Harrison S C,Chow E P,et al., Clathrin heavy chain: molecular cloning and complete primary structure[J]. Proc Natl Acad Sci U S A, 1987. 84(24): 8805-9.
[33] Kokoza V A,Snigirevskaya E S,Raikhel A S, Mosquito clathrin heavy chain: analysis of protein structure and developmental expression in the ovary during vitellogenesis[J]. Insect Mol Biol, 1997. 6(4): 357-68.
[34] Acosta E G,Castilla V,Damonte E B, Functional entry of dengue virus into Aedes albopictus mosquito cells is dependent on clathrin-mediated endocytosis[J]. J Gen Virol, 2008. 89(Pt 2): 474-84.
[35] Mosso C,Galvan-Mendoza I J,Ludert J E,et al., Endocytic pathway followed by dengue virus to infect the mosquito cell line C6/36 HT[J]. Virology, 2008. 378(1): 193-9.
[36] Lee R C,Hapuarachchi H C,Chen K C,et al., Mosquito cellular factors and functions in mediating the infectious entry of chikungunya virus[J]. PLoS Negl Trop Dis, 2013. 7(2): e2050.
[37] Vega-Cabrera A,Cancino-Rodezno A,Porta H,et al., Aedes aegypti Mos20 cells internalizes cry toxins by endocytosis, and actin has a role in the defense against Cry11Aa toxin[J]. Toxins (Basel), 2014. 6(2): 464-87.
[38] Yang M C,Shi X Z,Yang H T,et al., Scavenger Receptor C Mediates Phagocytosis of White Spot Syndrome Virus and Restricts Virus Proliferation in Shrimp[J]. PLoS Pathog, 2016. 12(12): e1006127.
[39] Jatuyosporn T, Supungul P, Tassanakajon A,et al. The essential role of clathrin-mediated endocytosis in yellow head virus propagation in the black tiger shrimp Penaeus monodon[J]. Dev Comp Immunol, 2014, 44(1): 100-10.
[40] Brault V,Herrbach E,Reinbold C, Electron microscopy studies on luteovirid transmission by aphids[J]. Micron, 2007, 38(3): 302-12.
[41] Pan L L,Chen Q F,Zhao J J,et al., Clathrin-mediated endocytosis is involved in Tomato yellow leaf curl virus transport across the midgut barrier of its whitefly vector[J]. Virology, 2017, 502: 152-159.
[42] Xia W Q,Liang Y,Chi Y,et al., Intracellular trafficking of begomoviruses in the midgut cells of their insect vector[J]. PLoS Pathog, 2018, 14(1): e1006866.
[43] Wu K,Hoy M A, Clathrin heavy chain is important for viability, oviposition, embryogenesis and, possibly, systemic RNAi response in the predatory mite Metaseiulus occidentalis[J]. PLoS One, 2014. 9(10): e110874.
[44] Zhou W,Woodson M,Neupane B,et al. Exosomes serve as novel modes of tick-borne flavivirus transmission from arthropod to human cells and facilitates dissemination of viral RNA and proteins to the vertebrate neuronal cells[J]. PLoS Pathog, 2018,14(1): e1006764.