液基细胞学检查技术已逐渐发展为一种宫颈疾病的普查与筛查手段，越来越受到国人的重视，液基细胞学检查基于制片原理的不同分为膜式法、离心法、自然沉降法、捕获法、离心+手工操作法等[1]. 无论那一种方法其最终的目的是制作出可诊断的细胞数量多、无重叠的薄层细胞学涂片，我院从 2012 年开始采用离心涂片法，收集制作妇科住院及门诊液基细胞学标本 2652 例，现将制片方法和一些体会介绍如下：
1 材料与方法
1.1 材料 微电脑控制细胞离心涂片机 （武汉汉谷医疗科技有限公司提供）， 液基细胞保存液， 宫颈刷，一次性专用塑料吸管，载玻片夹等。
1.2 方法
1.2.1 标本采集 临床医师要严格按照操作程序进行标本的采集， 要避免标本含有过多的黏液和血液。 标本采集完后直接将宫颈刷头放入液基细胞保存液中，振摇几下，拧紧瓶盖，标注姓名、年龄等信息。 若为大量体检标本，应在标本瓶上和申请单上分别编以序号，防止标本错乱，以利病理技术人员制片。
1.2.2 液基薄层细胞学片的制备 打开瓶盖， 用镊子夹住宫颈刷连接部分， 轻轻在细胞保存液中涮洗几次，以便刷头部分的细胞全部进入保存液中，丢弃刷头，拧紧瓶盖，放入细胞离心涂片机中，以1300r/min 的速度离心沉淀 2min,取出，打开瓶盖 ,用一次性专用塑料吸管从底部吸取 0.8ml 左右沉淀物及液体，滴入载玻片夹的微孔滤膜中，用吸管混合均匀，将载玻片夹放入细胞离心涂片机中，以1300r/min 的速度离心 2min, 从机器中取出已涂片的载玻片夹，从载玻片夹中取出已涂片的载玻片，自然晾干，95%乙醇固定，OG/EA 染色 （即巴氏染色），常规中性树胶封片，镜检。
1.2.3 液基细胞学的诊断 液基细胞学的诊断采用2004 版 TBS 诊断标准。 TBS （the Bethesda system,TBS）诊断标准是 1988 年美国推出的宫颈细胞病理学诊断报告方式，1990 年我国开始引进此报告方式，后经多次改良，主要内容包括：对标本质量的评估；对细胞改变的描述及细胞学诊断和建议。
2 结果
标本经离心涂片机处理后， 形成一直径 2cm的圆形细胞薄片，背景干净，细胞数量较多，细胞均匀平铺，很少重叠。 经巴氏染色后，色彩艳丽，对比鲜明，细胞核呈紫蓝色、蓝色，核仁红色。 底层、中层细胞胞浆蓝色至淡紫蓝色不等， 表层细胞胞浆呈红色、粉红色。 红细胞呈红色或橙红色。 黏液呈淡蓝色。
3 讨论
从传统的巴氏涂片技术到液基薄层细胞学技术， 细胞学技术在宫颈细胞学检查领域取得了长足的发展，无论是在标本的收集、保存、制片、染色到诊断上都优于传统的巴氏涂片技术， 制片的程序化、标准化使制片质量有了保证，明显提高了异常细胞的检出率，减少了假阴性率[2-4]. 目前液基薄层细胞学技术已广泛应用于妇科和非妇科领域的细胞学检查。
液基薄层细胞学制片技术大体可分为膜式和离心沉淀式二种。 膜式一次可以处理一个标本，离心沉淀式一次可以处理多个标本。 虽然这两种方法做出的涂片质量无明显优劣， 但离心沉淀式可显著降低技术人员的工作量，提高工作效率。 我科从 2012 年开始使用离心涂片机制作液基薄层细胞学涂片， 用于日常细胞学工作和进行大范围的宫颈/阴道细胞学筛查。 液基薄层细胞学制片技术虽然提高了标准化制片水平， 克服了因涂片质量差、黏液、血液或炎症细胞过多、细胞过度重叠使异常细胞被遮盖以及大部分细胞被丢失等等的缺陷[6],但是在制片的多个环节仍然需要人工操作 ,任何环节的操作不当、 疏忽或责任心不强均可能影响制片质量。 因此应注意以下几个方面：（1）获得高质量的标本是提高液基细胞学涂片阳性率的基础： 临床送检的标本应将刷头在保存液中充分涮洗，以便获得较多可诊断的细胞数量，一般要求每张液基细胞涂片要有大约 5000 个保存完好、结构形态清晰的鳞状上皮细胞[7]. （2）标本要及时处理固定： 固定的目的在于尽可能的保持细胞原有形态结构，凝固、沉淀细胞内原有产物[8],尽管液基细胞保存液中含有一定量的固定液， 但远未达到固定良好的效果， 因此临床在采集完标本后应立即将宫颈刷头放入液基细胞保存液中，尽快送检，病理科收到标本后，尽快制作薄层细胞学涂片，自然晾干后，立即放入 95%乙醇液中固定 15min. （3）处理前应先检查送检标本质量的好坏： 造成液基细胞学标本不满意的常见原因为过多的血液和 （或）黏液，白带过多等因素[9-11]. 液基细胞保存液中含有红细胞和黏液溶解剂，一般不用特殊处理。 若送检标本含血液过多， 可在细胞保存液中加入 1ml 冰醋酸（保存液与冰醋酸之比为 9:1）振摇，离心沉淀即可[12,13]. 若送检标本含黏液过多，可采用酶消化处理，离心后涂片[14]. （4）操作仪器时标本瓶和载玻片应拧紧挂牢： 细胞保存液瓶和载玻片夹在离心沉淀、离心涂片前瓶盖要拧紧，悬挂要牢靠，要确保放入卡槽内， 否则在高速离心时易将细胞保存液瓶和（或）载玻片夹甩出，打碎，从而造成无法弥补的严重后果。 （5）离心沉淀后移入量的把握是关键：若沉淀物较多，可顷其上清夜，剩下少量细胞保存液与沉淀物混均，勿太黏稠，用一次性专用塑料吸管（吸管上有刻度）吸取 0.8ml 左右即可。 若沉淀物不多， 可直接将吸管插入细胞保存液瓶底部吸取0.8ml 左右。 然后滴加入载玻片上的微孔滤膜中，混均，充满整个滤膜，勿出现空白区，否则离心涂片不均。 经多次实验证明，我们认为吸取 0.8ml 左右为最佳，过少容易涂片不均，出现空白区，过多易出现残存液体，细胞漂浮，晾干后厚薄不均，细胞重叠等现象。 （6）染色要恰到好处：染色的好坏直接决定标本的质量， 液基细胞学涂片的常规染色方法是苏木素，巴氏染色法（OG/EA 染色法）[15],要根据染液配制的时间长短， 适当增加或减少染色的时间，使用过久的染液要及时更换，重新配制，染色要丰富而鲜艳，细胞核染色要深浅适度，结构要清晰， 不同层次的上皮细胞胞浆应着不同颜色（蓝色、紫蓝、粉红色、红色）。
总之，把握好以上几点，基本上能制作出一张满意的液基细胞学涂片， 为正确的细胞学诊断提供保证， 可以更大地发挥 TCT 在取材和制片上优势，对及时发现、预防和治疗早期宫颈癌均有较大意义。
参考文献
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